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Hématologie
Cytologie et histologie médullaires normales
Cours d'hématologie
 


 

Myélogramme et cytologie médullaire normale :

A - PONCTION MÉDULLAIRE :

La ponction-aspiration (myélogramme) est la technique de choix pour évaluer la cellularité globale de la moelle osseuse, réaliser une analyse cytologique des cellules médullaires, en apprécier la répartition des différentes lignées hématopoïétiques et la maturation cellulaire au sein de chaque lignée (décompte différentiel).

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1- Siège de la ponction :

Chez l’adulte, on ponctionne le manubrium sternal, l’épine iliaque antérosupérieure ou de préférence postérosupérieure, l’os y étant moins résistant.

Chez l’enfant, on préfère l’épine iliaque postérosupérieure ; chez le plus jeune, la ponction peut aussi intéresser l’apophyse épineuse d’une vertèbre lombaire ou, exceptionnellement (chez le nourrisson), la tubérosité tibiale antérieure.

L’épine iliaque postérosupérieure est en général le lieu de choix pour le prélèvement.

Le lieu de ponction doit être adapté à certaines circonstances particulières : éviter le sternum chez un sujet ayant un antécédent de sternotomie, éviter les territoires ayant été irradiés.

2- Technique de ponction :

Le myélogramme est habituellement un examen sans danger.

Afin de le mettre en confiance, il est essentiel que quelques mots d’explication soient donnés au patient sur la procédure utilisée et sur ce qu’on attend de cet examen.

Le classique trocart de Mallarmé a laissé la place à des aiguilles à usage unique type aiguille d’Illinois, de diamètre variable en fonction de l’âge du patient (15 gauge pour un adulte, 18 gauge pour un enfant).

Cette aiguille à ponction médullaire est ajustable en longueur (de 10 à 48 mm) grâce à une butée à vis qui permet de contrôler la pénétration osseuse.

Cette butée est retirée lorsqu’on ponctionne l’épine iliaque postérosupérieure d’un patient ayant un pannicule adipeux d’une certaine épaisseur.

Une anesthésie locale est en principe inutile, car elle ne supprime pas le moment douloureux de l’aspiration et prolonge l’acte.

Une analgésie cutanée peut être réalisée par l’application d’une crème lidocaïne-prilocaïne.

La crème doit être appliquée en couche épaisse, sans masser, et recouverte d’un pansement occlusif (Emlatcrème à 5 %, Emlapatcht).

L’anesthésie obtenue est strictement superficielle et dure en moyenne 2 heures.

Une analgésie au protoxyde d’azote peut être utilisée chez l’enfant.

Après une large désinfection cutanée et après avoir revêtu des gants stériles, l’opérateur traverse perpendiculairement les plans cutanés et la corticale osseuse.

Le mandrin du trocart est retiré et avec une seringue étanche sèche de 20 mL on réalise une aspiration brève mais énergique, qui provoque souvent chez le patient une sensation d’« arrachement ».

L’ensemble trocart-seringue est retiré dès qu’une goutte de suc médullaire apparaît dans la seringue.

Il est inutile de prélever plus de 1 mL de moelle, sous peine d’hémodilution.

S’il est nécessaire de faire un prélèvement plus important pour d’autres examens que le myélogramme, on prélève plusieurs seringues (d’autant qu’elles doivent alors être héparinées), le premier échantillon, le moins abondant, étant réservé à la confection des étalements.

3- Problèmes techniques et incidents :

La ponction peut être blanche : après s’être assuré de la bonne position du trocart, on le déplace légèrement et on renouvelle l’aspiration.

En cas de nouvel échec et si le malade a ressenti une impression d’arrachement au cours de l’aspiration, on retire l’ensemble et on effectue un ou deux frottis avec la goutte de suc médullaire présent dans le trocart.

Souvent cet « échec » correspond à une moelle désertique, fibreuse ou envahie par des métastases.

Chez les sujets âgés ostéoporotiques et surtout dans des cas de myélome, la friabilité de l’os peut entraîner une incertitude sur la pénétration dans la cavité médullaire.

Le traitement anticoagulant ou antiagrégant, les troubles de l’hémostase ou la thrombopénie ne sont pas une contre-indication au myélogramme.

Le saignement qui peut se produire est minimisé par une pression directe sur le site de ponction.

Le risque de blessure des vaisseaux rétrosternaux au cours d’une ponction sternale est naturellement prévenu si on ne ponctionne que le manubrium et non le corps du sternum.

4- Confection des frottis :

Le suc médullaire coagule vite et les étalements doivent être réalisés rapidement.

Le suc prélevé est expulsé sur une ou plusieurs lames de verre.

Les grumeaux médullaires sont isolés par inclinaison de la lame ou réaspiration du sang le diluant.

Les étalements sont effectués à partir des grumeaux médullaires transférés sur le bord d’une lame rodée, en poussant (et non en tirant) la petite quantité de suc médullaire prélevé avec le bord de la lame, le long d’une autre lame parfaitement propre et dégraissée.

Les frottis doivent être fins (couche monocellulaire) et nombreux (une dizaine), permettant si nécessaire la réalisation de techniques cytochimiques ou immunocytochimiques. Ils sont séchés à l’air.

Une partie d’entre eux (quatre ou cinq) est colorée au May Grünwald-Giemsa.

La coloration de Wright, utilisée dans les pays anglo-saxons, donne des résultats semblables.

Les lames non colorées peuvent être utilisées pour des réactions cytochimiques, colorées dans un second temps (recherche de métastases, lymphocytose hétérogène...), ou congelées pour des réactions immunocytochimiques.

Si les techniques immunocytochimiques peuvent être directement effectuées sur les frottis non colorés récents, ou après congélation, il est cependant préférable d’avoir recours à un autre prélèvement, anticoagulé, de manière à pouvoir l’enrichir en cellules à tester, par centrifugation ou par séparation sur gradient de sédimentation.

On effectue alors secondairement des frottis en nombre adapté au nombre d’anticorps à tester. Certains utilisent la technique du « grumeau écrasé ».

Après prélèvement d’un grumeau médullaire à l’aide d’un coin de lame, celui-ci est écrasé entre deux lames qui sont ensuite séparées par traction délicate en sens opposés.

Cette technique donne une meilleure idée de la cellularité médullaire et permet plus facilement le dépistage de cellules anormales, mais rend l’analyse de la morphologie cellulaire plus difficile.

B - MYÉLOGRAMME NORMAL :

1- Méthode d’observation :

Toutes les lames colorées d’un même myélogramme doivent être examinées.

* Examen au faible grossissement :

L’observation est d’abord effectuée à un faible grossissement de manière à dépister des éléments cellulaires anormaux et à apprécier la richesse cellulaire.

Ce temps d’étude quantitative est important, car c’est en fonction de la richesse médullaire globale que sont interprétés les pourcentages respectifs de chaque lignée.

La moelle est « normalement riche » (normocellulaire) lorsque les frottis montrent une surface d’hématies à peu près égale à celle recouverte par les cellules nucléées.

Cette richesse peut être augmentée en cas d’hyperplasie médullaire globale ou prédominant sur une lignée, ou très augmentée dans les proliférations médullaires, réalisant alors une nappe de cellules nucléées entre lesquelles il n’y a pas de place pour les hématies. Inversement, les frottis peuvent être hypocellulaires, un décompte devenant alors impossible à établir lorsqu’ils sont trop pauvres, voire désertiques.

Dans ces derniers cas d’hypocellularité, le cytologiste doit éliminer la cause d’erreur la plus importante de l’appréciation de la richesse médullaire que représente la dilution du suc médullaire par des éléments d’origine sanguine (cellularité constituée par une majorité de polynucléaires et de lymphocytes).

Toujours au faible grossissement, on apprécie la richesse des frottis en mégacaryocytes, en les recherchant préférentiellement en queue de frottis.

On en dénombre à l’état normal de 8 à 20 par lame.

Ils peuvent être, selon l’activité de cette lignée, plus ou moins nombreux, voire absents.

Ici encore, leur raréfaction n’est interprétable qu’en l’absence d’hémodilution.

Les mégacaryocytes habituellement identifiés sont des mégacaryocytes granuleux (grandes cellules de 40-60 µm à noyau multilobé et cytoplasme acidophile granulaire) et des mégacaryocytes plaquettogènes (noyau pycnotique et cytoplasme intensément acidophile libérant des plaquettes).

Occasionnellement, on peut identifier quelques mégacaryocytes basophiles, voire des mégacaryoblastes.

Cette appréciation de la richesse en mégacaryocytes est semiquantitative et ceux-ci qualifiés de « nombreux ou très nombreux », ou au contraire de « peu nombreux, rares ou très rares ».

Le faible grossissement permet aussi de dépister des éléments normaux mais présents en petit nombre et de grande taille : ostéoblastes, ostéoclastes, histiocytes-macrophages.

En pathologie, c’est au faible grossissement que sont décelés des groupements de cellules métastatiques ou de volumineuses cellules de surcharge.

Enfin, le faible grossissement permet de choisir les zones les plus riches et les mieux étalées pour l’observation au fort grossissement.

* Examen au fort grossissement :

Le fort grossissement (X 40 à X 100 à immersion) permet d’abord une analyse cytologique, à la recherche d’anomalies morphologiques.

La suite de l’examen établit le pourcentage des différents éléments de chaque lignée myéloïde (à l’exception de la lignée mégacaryocytaire) et de la lignée lymphoïde.

Le pourcentage est établi après décompte de 100 à 300 éléments distribués dans des champs contigus, en éliminant les cellules en mitose, les cellules écrasées, mal ou non identifiables.

Ce décompte de chaque catégorie cellulaire permet d’apprécier une maturation harmonieuse normale caractérisée par une distribution pyramidale avec peu de cellules jeunes et davantage de cellules matures.

Le pourcentage global de chaque lignée permet de mettre en évidence un éventuel déséquilibre dans leur répartition (hyper- ou hypoplasie érythroblastique ou granuleuse).

Une conclusion synthétique est donnée par le cytologiste, en fonction des données quantitatives et qualitatives, après avoir pris connaissance de l’âge du sujet et de sa présentation clinique et biologique.

2- Artefacts :

Certaines cellules, sans être écrasées, peuvent être aplaties : leur cytoplasme est déformé, déplacé à un pôle de la cellule, constituant des appendices, et leur noyau comporte une chromatine un peu « vermiculée ».

Certaines cellules peuvent être réduites à un aspect de noyaux nus avec la présence de quelques mottes basophiles correspondant à des fragments de cytoplasme.

Les lymphocytes sont des cellules très fragiles : leur cytoplasme et leur noyau peuvent être lésés, réduits à l’état d’ombre nucléaire.

Une épaisseur excessive des frottis entraîne une réduction de la taille des cellules qui sont alors très ramassées ; leur identification peut être erronée et ces zones épaisses sont à éviter.

La superposition de certains éléments peut donner de fausses images de phagocytose.

Cependant, la présence d’éléments cellulaires dans le cytoplasme d’un mégacaryocyte peut correspondre à une image dynamique (phénomène d’empéripolèse).

La présence de ponts intercellulaires ou interchromatiniens dus à un rinçage trop énergique des frottis est un artefact éliminé par les colorateurs automatiques.

3- Cellules extrahématopoïétiques :

Il est possible de rencontrer sur des frottis de moelle normale des cellules appartenant aux plans cutanés et sous-cutanés : cellules épidermiques, cellules épithéliales des glandes sébacées et sudoripares, cellules graisseuses.

Les cellules vasculaires endothéliales réalisent des axes ou des amas de cellules aplaties, fusiformes, à ne pas confondre avec des cellules étrangères tumorales ayant envahi la moelle.

Des cellules de grande taille de l’épithélium buccal contenant des bactéries peuvent souiller les frottis à la suite de projection de salive sur les lames.

Des cellules proprement osseuses peuvent se rencontrer sur un myélogramme, surtout chez l’enfant ou chez les sujets porteurs de remaniements osseux pathologiques.

Les ostéoblastes sont des cellules ovoïdes, au cytoplasme abondant, basophile, comportant une zone claire éloignée du noyau, qui est excentré, à chromatine fine et nucléolée.

Ils sont souvent groupés en petits îlots et sont à différencier des plasmocytes et d’amas de cellules métastatiques.

Les ostéoclastes, cellules géantes multinucléées, au cytoplasme étendu contenant des granulations, sont à différencier des mégacaryocytes.

4- Décompte d’un myélogramme normal :

Après évaluation de la richesse médullaire et de la richesse en mégacaryocytes, les valeurs relatives de chaque lignée sont déterminées.

Chez l’adulte, la lignée granuleuse représente entre 60 et 70 % des éléments nucléés, la lignée érythroblastique de 15 à 30 %, les lymphocytes de 5 à 15%, les plasmocytes de 0 à 3 % et les monocytes de 0 à 2%.

La maturation des précurseurs granuleux permet d’identifier quatre stades morphologiques :

– le myéloblaste (10 µm) a un volumineux noyau à chromatine fine et nucléolée, un cytoplasme réduit, basophile, avec quelques granulations azurophiles ;

– le promyélocyte (de 15 à 20 µm) a un noyau excentré, à chromatine fine mais sans nucléole, un cytoplasme étendu, basophile, contenant de nombreuses granulations azurophiles et une zone claire juxtanucléaire ;

– le myélocyte est plus petit, à chromatine légèrement acidophile contenant quelques granulations azurophiles et surtout des granulations neutrophiles ;

– le métamyélocyte a un noyau incurvé en fer à cheval et une chromatine plus condensée ; ce noyau se segmente en plusieurs lobes au stade de polynucléaire ;

– quelques éosinophiles peuvent être identifiés à partir du stade myélocyte.

La maturation des précurseurs érythroblastiques permet de reconnaître quatre stades morphologiques :

– le proérythroblaste (de 20 à 25 µm) est une cellule arrondie à noyau volumineux et à chromatine fine, « perlée », comportant un ou deux nucléoles ; le cytoplasme, très basophile et dépourvu de granulations, entoure complètement le noyau ;

– l’érythroblaste basophile (de 15 à 18 µm) est aussi arrondi, mais son noyau est moins volumineux et sans nucléole ; le cytoplasme est toujours basophile, un peu plus étendu ;

– l’érythroblaste polychromatophile (de 12 à 15 µm) a un noyau plus petit et une chromatique épaisse ; le cytoplasme est violacé ;

– l’érythroblaste acidophile (de 9 à 10µm) a un petit noyau très dense et un cytoplasme proche de celui du globule rouge.

5- Variations physiologiques :

La richesse de la moelle et les pourcentages des différentes lignées varient entre la naissance et l’âge adulte.

À la naissance, la moelle est très riche.

Cette richesse diminue dès le septième jour pour se normaliser entre le premier et le troisième mois.

À la naissance, il existe une hyperplasie physiologique de la lignée érythroblastique (de 30 à 45 %), suivie au huitième jour par une érythroblastopénie (de 8 à 12%).

La valeur adulte est atteinte vers 2 à 3 mois.

Le pourcentage des lymphocytes médullaires est nettement augmenté chez le jeune enfant : de 20 à 30 % dès le septième jour et jusqu’au sixième mois.

Cette lymphocytose s’accompagne de précurseurs lymphoïdes (hématogones), en général inférieurs à 10 % et variant selon les territoires médullaires examinés.

6- Réserves médullaires en fer :

Une coloration de Perls (au bleu de Prusse) met en évidence de 20 à 40 % de sidéroblastes de type 1 sous forme d’érythroblastes contenant, dispersés dans leur cytoplasme, de un à cinq grains de fer (ferritine et micelles d’hémosidérine), à la limite de la visibilité. Quelques grains de fer sont aussi visibles dans les macrophages.

La présence de sidéroblastes de type 2 (nombreux grains de fer très visibles) ou a fortiori de type 3 (sidéroblastes en couronnes) traduit une surcharge pathologique en fer des érythroblastes.

7- Valeur diagnostique du myélogramme :

Ce sont les anomalies de l’hémogramme qui conditionnent en premier lieu les indications du myélogramme et donc les résultats que l’on peut en attendre.

En dehors de la présence dans la moelle de cellules anormales, le myélogramme peut montrer des anomalies quantitatives dans la répartition des différentes lignées, ou des altérations qualitatives des éléments cellulaires, globales ou portant électivement sur une lignée myéloïde.

Devant une cytopénie, le myélogramme permet d’éliminer une origine centrale et il est de ce fait normal dans les cytopénies de cause périphérique.

En dehors de toute anomalie de l’hémogramme, le myélogramme est aussi pratiqué au cours du bilan d’extension de certaines affections malignes : lymphome, maladie de Hodgkin, cancers.

Il est souvent normal dans ces cas ; il peut même être normal en présence d’une localisation hodgkinienne ou d’une métastase de cancer lorsque celles-ci sont entourées de fibrose et ne sont pas aspirées à la ponction.

Elles ne sont alors détectables qu’en histologie et la biopsie médullaire est plus appropriée que le myélogramme dans cette indication.

Biopsie médullaire et histologie médullaire normale :

A - BIOPSIE MÉDULLAIRE :

En permettant l’analyse de 10 à 20 espaces médullaires, la biopsie médullaire fournit des données quantitatives plus précises que le myélogramme qui peut sous-estimer la richesse médullaire.

Elle permet l’étude du stroma médullaire, inaccessible à la ponction.

Elle a une meilleure sensibilité que le myélogramme pour la détection de cellules tumorales.

Ainsi, la biopsie médullaire trouve son indication lorsque la ponction-aspiration ramène une moelle peu cellulaire et qu’il faille soit confirmer une hypoplasie, soit démontrer une fibrose.

Elle est aussi réalisée dans le cadre du bilan d’extension d’un lymphome, d’une maladie de Hodgkin, d’une tumeur solide.

L’identification des populations cellulaires est cependant plus difficile sur coupes histologiques que sur les frottis d’un myélogramme.

B - TECHNIQUE DE PRÉLÈVEMENT :

On utilise habituellement un trocart de Jamshidi à usage unique de diamètre 11 gauge.

Le trocart snarecoil de Goldenberg est semi-automatique, évitant les mouvements de rotation et réduisant le traumatisme du fragment médullaire.

Son coût est cependant beaucoup plus élevé.

La biopsie est réalisée en épine iliaque antérosupérieure ou le plus souvent postérosupérieure. Un territoire précédemment irradié est évité.

Le sujet est en décubitus ventral ou latéral.

Après désinfection locale large avec un antiseptique iodé, la zone à ponctionner centrée par un champ troué, les mains de l’opérateur protégées par des gants stériles, l’opérateur réalise une anesthésie locale allant jusqu’au périoste avec (selon l’épaisseur des tissus) de 10 à 20 mL de lidocaïne à 1 % ou mieux à 2 %.

Le trocart est introduit par voie percutanée.

Après contact osseux, il est introduit perpendiculairement à l’os sur 5 mm, jusqu’à traversée de la corticale.

Le trocart reste alors fiché dans l’os ; le mandrin est retiré et le trocart est enfoncé sur 2 cm environ dans la cavité médullaire par des mouvements de rotation alternatifs du poignet.

L’attache inférieure du cylindre biopsié est rompue en effectuant des rotations dans un sens puis dans l’autre.

Le trocart est retiré en tournant dans un seul sens et la « carotte » est chassée dans le liquide de fixation avec un stylet introduit par la partie distale du trocart.

Un pansement compressif est mis en place et laissé 48 heures.

Lorsqu’une étude cytologique est nécessaire en même temps que l’étude histologique médullaire, un myélogramme doit être réalisé aussitôt après l’anesthésie et avant la biopsie.

La technique de l’« empreinte » sur lames de la carotte biopsiée est déconseillée, car toujours de cellularité réduite et de médiocre qualité.

C - PRÉPARATION DE LA BIOPSIE :

Le fragment médullaire prélevé doit être fixé dans du liquide de Bouin ou du B5 (fixateur de Dubosq, à base de mercure).

Le formol est déconseillé, sauf s’il s’agit d’un formol en solution isotonique neutralisée.

La fixation optimale est de 5 heures environ, mais peut se prolonger plusieurs jours sans inconvénient.

Le prélèvement subit ensuite une décalcification à l’acide nitrique à 5 % pendant 12 heures).

L’inclusion se fait habituellement en paraffine, permettant de réaliser des coupes de 5 µm.

L’inclusion en résine plastique permet des coupes semi-fines de 2 à 3 µm et une bien meilleure définition des structures cellulaires.

Les colorations utilisées sont le May-Grunwald-Giemsa, l’hématéineéosine- safran et une coloration argentique pour révéler la trame de réticuline.

D - MÉTHODE D’OBSERVATION :

Une biopsie médullaire représentative doit être suffisamment profonde, et l’échantillon doit comporter au moins dix espaces médullaires et être dépourvu d’artefacts.

À un faible grossissement, on apprécie le caractère représentatif de la biopsie en nombre d’espaces médullaires analysables.

On évalue la richesse cellulaire et le caractère homogène ou hétérogène de la répartition des cellules myéloïdes.

À un plus fort grossissement, on apprécie le nombre des mégacaryocytes par espace médullaire, le pourcentage appoximatif des cellules granuleuses et érythroblastiques.

L’analyse cytologique se fait conjointement avec l’étude du myélogramme, plus riche en détails cellulaires, et l’interprétation finale est donnée en tenant compte du contexte clinicobiologique.

E - ARTEFACTS :

Les biopsies tangentielles à la crête iliaque ne permettent d’analyser que de petits espaces sous-corticaux, qui sont souvent en involution adipeuse chez le sujet âgé.

Une infiltration sérohématique du tissu myéloïde peut soit expulser totalement les cellules, soit les dissocier, rendant impossible l’appréciation exacte de la richesse médullaire.

Les logettes médullaires peuvent être artificiellement vidées de leur contenu lorsque le cylindre osseux biopsié est, à tort, expulsé en force par le stylet introduit par l’extrémité proximale du trocart.

Des lamelles osseuses, artificiellement déplacées par la coupe d’un bloc d’inclusion, entraînent avec elles des fibres réticuliniques qui s’orientent en faisceaux parallèles faussement densifiés sous la direction du déplacement.

La préparation technique doit être parfaite : des coupes trop épaisses et/ou imparfaitement colorées ou surcolorées peuvent amener à des erreurs d’identification des cellules.

F - HISTOLOGIE MÉDULLAIRE NORMALE :

La moelle osseuse est faite de plusieurs compartiments anatomiques et fonctionnels contenus à l’intérieur d’une structure osseuse : un réseau vasculaire, des cellules conjonctives associées à des glycoprotéines matricielles constituant un tissu de soutien ou stroma, et des cellules hématopoïétiques.

1- Richesse médullaire :

Elle s’apprécie semi-quantitativement en tenant compte de la proportion entre cellules hématopoïétiques et adipocytes.

Chez l’adulte entre 20 et 60 ans, la proportion indiquant une richesse cellulaire normale est de 50 %.

Il faut tenir compte des variations de la répartition des cellules à l’intérieur d’un espace ou d’un groupe d’espaces où peuvent voisiner des zones de cellularités différentes.

La richesse cellulaire varie avec l’âge.

L’involution adipeuse physiologique débute dès l’enfance et progresse avec l’âge.

Les vésicules adipeuses représentent à 20 ans 35 % de la moelle osseuse.

Ce pourcentage augmente modérément jusqu’à 40 ans. À partir de 70 ans, les vésicules adipeuses représentent 70 % du tissu médullaire total.

2- Structure osseuse :

Le tissu hématopoïétique est contenu dans des espaces médullaires délimités par un réseau labyrinthique de lamelles osseuses anastomosées entre elles.

Les lamelles osseuses enserrant les ostéocytes sont bordées par une lame conjonctive, l’endoste, contenant les ostéoblastes (d’origine conjonctive) et les ostéoclastes (d’origine histiocytaire).

L’endoste représente une zone d’échange entre l’os et le tissu myéloïde.

3- Réseau vasculaire médullaire :

Le réseau vasculaire est représenté sur les biopsies par des capillaires, prolongés par les sinusoïdes.

Leur lumière est vide ou contient quelques globules rouges et de rares polynucléaires.

Leur basale réticulinique est tapissée de cellules endothéliales et sur leur surface externe s’observent des macrophages.

La vascularisation est l’un des éléments essentiels de la microstructure médullaire.

Les artères nourricières de l’os donnent des ramifications satellites, puis des artérioles se divisant en capillaires. Les sinusoïdes qui les prolongent réalisent un réseau anastomotique de « sinus contournés ».

Ils sont collectés dans les sinusoïdes droits aboutissant aux sinus centraux qui rejoignent les veines émergeant de l’os.

Un réseau de filets nerveux double ce réseau vasculaire ; il est doté de fonctions vasomotrices favorisant les migrations cellulaires.

La paroi des sinus est une zone d’échange entre le sang circulant et les territoires hématopoïétiques extravasculaires.

La paroi comporte des cellules endothéliales tapissant la face interne des capillaires sinusoïdes. Le revêtement est continu, mince, renforcé dans la zone du noyau.

Les cellules sont jointives et se recouvrent à leurs extrémités par juxtaposition.

Cet endothélium permet le passage des cellules souches sanguines vers les niches d’hématopoïèse (homing) et le passage vers le sang circulant des cellules myéloïdes parvenues à maturation (diabase).

La basale des sinus a une structure singulière, différente des basales des autres vaisseaux dans l’organisme.

Elle présente un aspect de condensation fibrillaire discontinue.

Le passage des cellules est transendothélial, au travers d’orifices temporaires se créant dans le cytoplasme des cellules endothéliales, au contact des cellules prêtes à la migration.

Ces orifices sont situés à distance du noyau, à proximité des jonctions interendothéliales.

4- Stroma médullaire :

Le stroma conjonctif est révélé par la coloration argentique.

Il se présente sous l’aspect d’un réseau grillagé de courtes fibres colorées en noir, sous-tendant les massifs cellulaires, entourant les cellules adipeuses et renforçant les basales des vaisseaux. Celles-ci sont renforcées par du collagène adulte coloré par le trichrome de Masson.

Ce stroma est constitué de cellules, de fibrilles de collagène et de macromolécules glycoprotéiques.

Les cellules du stroma sont d’origine conjonctive. Elles dérivent d’une cellule souche colony forming unit-fibroblastic, différente de la cellule souche hématopoïétique.

Elle a la capacité de se différencier en divers types cellulaires : cellules réticulaires fibroblastiques, cellules endothéliales, adipocytes, ostéoblastes.

Le contact entre ces éléments et les cellules myéloïdes est direct, mettant en jeu des molécules d’adhésion dont les récepteurs homologues sont portés par les cellules myéloïdes.

* Cellules réticulaires fibroblastiques :

Ces cellules sont aussi désignées par les termes de fibroblastes, myofibroblastes, cellules réticulaires stromales, cellules adventicielles.

Ces cellules à noyau ovalaire présentent des expansions cytoplasmiques filamenteuses anastomosées en réseaux tridimensionnels.

Elles bordent la paroi externe des sinusoïdes.

Elles n’expriment pas les marqueurs endothéliaux ni les marqueurs histiocytaires.

Elles n’ont pas d’activité phagocytaire.

Elles sont spécialisées dans la synthèse de fibres glycoprotéiques (précollagène ou réticuline) qui constituent le stroma fibrillaire réticulinique de la moelle.

* Macrophages :

Ils sont abondants dans la moelle et se situent en position adventicielle autour des sinusoïdes ou au centre des îlots érythroblastiques.

Ils phagocytent les noyaux des érythroblastes mûrs et les cellules apoptotiques.

* Adipocytes :

Les adipocytes sont des cellules à cytoplasme pratiquement vide, à noyau refoulé en périphérie.

Ils forment de grandes vacuoles arrondies. Leur nombre est inversement proportionnel à la richesse en cellules hématopoïétiques. Ces cellules forment un tissu de remplissage qui entre dans la constitution du stroma médullaire.

Leur abondance est inversement proportionnelle à la densité cellulaire myéloïde, disparaissant quand la moelle est hyperplasique ou occupant les espaces médullaires quand l’hématopoïèse diminue.

Ils sont différents des adipocytes constituant la graisse dans l’organisme.

Ils sont plus petits, riches en acides gras polyinsaturés, indiquant une fonction de réserve lipidique beaucoup moins importante.

Ils dérivent des cellules réticulaires fibroblastiques capables d’accumuler rapidement des acides gras et d’acquérir une activité enzymatique de type lipoprotéine lipase.

* Composant fibrillaire :

Le stroma réticulinique est constitué de fibres de précollagène de type III ; il souligne le contour des adipocytes et réalise un réseau de mailles sur lequel reposent les massifs de cellules myéloïdes.

Les membranes basales vasculaires des gros vaisseaux sont constituées de fibres de collagène adulte de type I.

La propriété argentaffine du précollagène permet de révéler ce stroma par les colorations argentiques.

5- Compartiment cellulaire :

À l’intérieur des espaces médullaires limités par les lamelles osseuses, les cellules myéloïdes sont regroupées en massifs dans les interstices des adipocytes, reposant sur le stroma médullaire.

L’agencement des cellules est périvasculaire et réalise des unités élémentaires dont la juxtaposition constitue la structure générale de la moelle osseuse.

Les différents types de cellules myéloïdes sont mêlés, sans sectorisation très apparente et généralement sans rapport fixe avec les différentes structures anatomiques.

On observe cependant des localisations préférentielles. De plus, on peut distinguer un compartiment prolifératif riche en précurseurs, se situant au contact de l’endoste et autour des axes vasculaires.

À l’inverse, la moelle située au centre des espaces médullaires représente plutôt un compartiment de maturation riche en cellules les plus matures.

Les cellules lymphoïdes sont réparties de façon interstitielle parmi les cellules myéloïdes ou se regroupent en îlots.

Les plasmocytes ont souvent une disposition périvasculaire.

6- Répartition des différentes lignées hématopoïétiques :

Les mégacaryocytes se rencontrent souvent au contact des sinusoïdes, les précurseurs granuleux contre l’endoste, les érythroblastes plutôt au centre des logettes médullaires.

On dénombre de cinq à sept mégacaryocytes par logette. Les érythroblastes sont aisément reconnaissables du fait de leur groupement leur donnant un aspect en grappe.

Les cellules le plus facilement identifiables sont les érythroblastes polychromatophiles et acidophiles du fait de l’aspect homogène, dense et hyperchromatique de leur noyau.

Les érythroblastes représentent 25 % des cellules myéloïdes. Les cellules granuleuses sont dispersées de manière hétérogène, tous stades de maturation mêlés, sauf pour les plus immatures plus souvent disposées près de l’endoste.

Les métamyélocytes et les polynucléaires sont les cellules le plus facilement identifiables.

Leurs précurseurs sont plus difficiles à reconnaître du fait de la difficulté de mise en évidence des granulations.

Les lymphocytes se présentent toujours regroupés en agrégats.

Ils peuvent parfois former un nodule, bien délimité par rapport au tissu myéloïde, mesurant environ 300 µm.

De tels nodules sont peu fréquents dans la moelle normale (jamais plus d’un par plan de coupe), toujours situés au centre d’un espace médullaire ; ils sont constitués de petits lymphocytes ou parfois comportent un centre germinatif.

Les plasmocytes sont disposés le plus souvent le long des vaisseaux.

Les monocytes ne sont pas identifiables. Les mastocytes sont situés près des vaisseaux.

Au sein des îlots myéloïdes, on observe des cellules dites « réticulaires ».

Elles sont très peu nombreuses, mesurant 25 µm environ. Leur noyau est ovoïde, à chromatine très fine comportant un nucléole pâle.

Elles n’ont pas d’activité macrophagique (elles élaborent les fibres de réticuline).

Les macrophages hémosidériniques sont observés dans les massifs myéloïdes et sont peu nombreux dans une moelle normale.

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